Fluorescent RT-RAA for Diagnosing Epidemic Diarrhea in Pigs
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摘要:目的
建立一种快捷、灵敏、简便检测猪流行性腹泻病毒（porcine epidemic diarrhea virus, PEDV）的RT-RAA检测方法，以提高猪流行性腹泻病毒临床检测效率。
方法针对PEDV S基因片段保守区设计引物和探针，构建标准质粒PEDV-S，通过特异性、敏感性、重复性测定及条件优化，建立检测PEDV重组酶介导链置换核酸扩增荧光法（RT-RAA）。
结果在42 ℃恒温作用20 min的条件下，建立的检测方法对检测猪传染性胃肠炎病毒（porcine transmissible gastroenteritis virus, TGEV）、猪瘟病毒（classical swine fever virus, CSFV）、伪狂犬病病毒（porcine pseudorabies virus, PRV）、猪繁殖与呼吸综合征病毒（porcine reproductive and respiratory syndrome virus, PRRSV）和猪轮状病毒（porcine rotavirus, PoRV）等猪源病毒均为阴性，猪流行性腹泻病毒（PEDV）为阳性；最低检出限为4.43×102拷贝·μL−1的标准质粒；重复性结果显示，相同浓度标准质粒的差异性很小；利用建立的RT-RAA方法检测40份猪病毒样本，阳性率为7.5%（3/40），与实时荧光定量PCR检测结果相同。
结论本研究建立的PEDV RT-RAA检测方法具有快速简便、耗时短、特异性高、灵敏度强和重复性好等特点，适用于对PEDV的快速诊断。
Abstract:ObjectiveA rapid fluorescence RT-RAA to detect porcine epidemic diarrhea virus (PEDV) was developed and tested for field application.
MethodsPrimers and probes were designed for the conserved region of PEDV-S gene fragment, and a standard plasmid was constructed. Through condition optimization followed by tests for assay specificity, sensitivity, and repeatability, a recombinant enzyme-mediated chain replacement nucleic acid amplification fluorescence RT-RAA for detecting PEDV was established.
ResultsUnder a constant temperature of 42 ℃ for 20 min, the assay detected PEDV as positive, while negative on the porcine transmissible gastroenteritis virus (TGEV), classical swine fever virus (CSFV), porcine pseudorabies virus (PRV), porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV), porcine rotavirus (PoRV) and other porcine viruses. It had a minimum detection limit of 4.43×102 standard plasmid copies·μL−1, a reproducibility showing little difference between the standard plasmids of the same concentration, and a positive rate of 7.5% (3 out of 40) on PEDV specimens comparable to that obtained by RT-qPCR.
ConclusionThe newly developed fluorescence RT-RAA for PEDV detection was considered appropriate for rapid diagnosis of epidemic diarrhea in pigs.
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Keywords:
- porcine epidemic diarrhea virus /
- S protein /
- fluorescence RT-RAA
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0. 引言
【研究意义】脑膜脓毒性伊丽莎白菌（Elizabethkingia meningosepticum），又称脑膜炎败血伊丽莎白菌，早期曾被称为脑膜脓毒性金黄杆菌（Chryseobacterium meningosepticum）、脑膜炎败血黄杆菌（Flavobacterium meningosepticum），为革兰氏阴性杆菌，广泛分布于河水、海水、土壤和医院等环境中，可引起人的败血症与脑膜炎，还能引起各器官感染性炎症，甚至是获得性骨髓炎等[1-6]。同时，脑膜脓毒性伊丽莎白菌还可对各种蛙类造成重大危害，引发蛙类“歪头病”，造成养殖蛙类的大量死亡，直接造成重大经济损失[7-12]。2008年《中华人民共和国农业部公告》第1125号将蛙脑膜炎败血金黄杆菌病列为三类动物疫病。同时该菌对其他水生动物也有一定的致病性[13-18]。鉴于此，有必要对其检测技术及在棘胸蛙体内的迁移规律进行研究，建立该病的早期诊断方法，初步掌握该病原菌的致病机理，为该病的防治提供技术支撑。【前人研究进展】 酶联免疫吸附试验（EILSA）敏感性高，操作简便，已广泛用于多种病原体的抗原或抗体的检测。多抗血清因其检测制备周期短且使用比较简单方便，检测的灵敏度较高，在水产类的细菌性疾病的诊断和流行病学调查中发挥了重要作用[19-28]。荧光素标记抗体（FA）是目前广泛应用于免疫病理、细胞化学、流式细胞学、病理学及自身抗体的临床免疫中的特异、灵敏、定性和定位相结合的免疫化学试剂[29-34]。【本研究切入点】国内外学者已开展关于脑膜脓毒性伊丽莎白菌引起的蛙类“歪头病”的研究，主要集中在PCR检测及传统的防治药物筛选，有关病原的免疫学检测及病原在宿主（蛙类）体内迁移规律及该菌对蛙类的致病机理的研究有待深入探讨。本研究通过制备蛙类脑膜脓毒性伊丽莎白菌多克隆抗体并建立检测方法，同时将制备的多克隆抗体进行荧光标记用于脑膜脓毒性伊丽莎白菌在蛙体内的示踪研究。【拟解决的关键问题】本研究拟建立能够快速、灵敏、特异地检测脑膜脓毒性伊丽莎白菌的间接ELISA检测方法，对棘胸蛙歪头病的防控和早期诊断可提供理论参考依据；另外利用免疫荧光检测对病原菌在寄主体内的示踪，研究病原的致病机理及发病过程等，从而进一步掌握该病的发病规律，有助于对病害的诊断与防治提出更为有效的方法。
1. 材料与方法
1.1 试验菌株及材料
脑膜脓毒性伊丽莎白菌菌株RsB1151018NA为本实验室分离自患“歪头病”的养殖棘胸蛙脑部，其他菌株为本实验室保存。
新西兰大耳白兔 2 只，体重1.5 kg左右，经检疫无病原菌的一级动物，购于青岛康大生物科技有限公司。
弗氏完全佐剂、弗氏不完全佐剂、四甲基联苯胺（TMB）、异硫氰酸荧光素（FITC）为美国 SIGMA 公司产品，ProteinA 亲和层析柱、Sephadex G-25柱、蛋白质量标准（Marker）为GE公司产品，辣根过氧化物酶标记的羊抗兔IgG（Goat anti rabbit IgG-HRP）为Thermo Scientific Pierce产品，其他试剂为国产分析纯。
1.2 方法
1.2.1 抗原制备
RsB1151018NA接种营养肉汤培养基，28 ℃、180 r·min−1振荡培养24 h，5 000 r·min−1离心10 min，弃上清，无菌PBS重悬菌体，再次离心收集菌体，4 %甲醛灭活，经涂布营养琼脂平板验证无活菌后离心弃上清，无菌PBS重悬菌体，超声波破碎菌体，12 000 r·min−1离心5 min，取上清得到抗原蛋白，蛋白定量，进行动物免疫。
1.2.2 动物免疫
调整抗原蛋白含量，取免疫抗原与弗氏完全佐剂（基础免疫）或弗氏不完全佐剂（加强免疫）充分乳化，之后分别在兔的背部皮内多点注射。免疫两只兔子，共免疫5次，免疫量每次1 mg·只−1，每次免疫间隔20 d，第五次免疫后14 d取全血。静置30 min后3 000 r·min−1离心20 min，取上清即为多克隆抗体血清。
1.2.3 抗体效价测定
调整抗原蛋白含量包被于96孔酶标板，0.1 µg·孔−1。以5%脱脂奶粉或1%BSA溶液封闭后备用。
将兔抗血清稀释成：1∶500，1∶2 000，1∶8 000，1∶32 000，1∶16 000，1∶128 000，1∶512 000，1∶2 048 000，100 μL·孔−1用于ELISA检测。每个梯度设置2个平行组，以正常兔血清（免疫前的）1∶10 000稀释作为阴性对照。37 ℃孵育1 h，PBST清洗酶联反应孔。Goat anti rabbit IgG-HRP反应45 min，PBST清洗酶联反应孔。TMB显色10 min后加入50 μL H2SO4溶液（2 mol·L−1）终止反应。OD450 nm处测得光密度值并进行数据分析。
1.2.4 间接ELISA检测方法的建立
脑膜脓毒性伊丽莎白菌间接ELISA检测方法的最适含量和反应条件采用方阵滴定法确定。特异性检测：取抗原蛋白及其他对照菌株（表1）蛋白包被于酶联反应孔中，封闭后用于抗体特异性测定。
表 1 用于抗体特异性测定的菌株Table 1. Bacterium used for ELISA detection菌株
Strain细菌种类
Bacterial speciesLCCiL90625NA-C 脑膜脓毒性伊丽莎白菌 E. meningosepticum ATCC13525 荧光假单胞菌 Pesudomonas fluorescens ATCC9027 铜绿假单胞菌 P. aeruginosa ML316 嗜水气单胞菌 Aeromonas hydrophila Ah0081 嗜水气单胞菌 A. hydrophila Ac60324 豚鼠气单胞菌 A. caviae 96-5 温和气单胞菌 A. sobria Fp60325NA 温和气单胞菌 A. sobria LCCiL90625NA 类志贺邻单胞菌 Plesiomonas shigelloides ATCC17802 副溶血弧菌 Vibrio parahaemolyticus FJ04-L1 创伤弧菌 V. vulnificus Js60517NA1 溶藻弧菌 V. alginolyticus AL60306NA1 迟缓爱德华氏菌 Edwardsiella tarda 灵敏度检测：无菌生理盐水调整脑膜脓毒性伊丽莎白菌RsB1151018NA含量进行包被，稀释倍数从1×108 CFU·mL−1起，1%BSA封闭液封闭后，加入最适工作浓度兔抗脑膜脓毒性伊丽莎白菌多克隆抗体，进行间接ELISA法检测。以检测结果阳性的最小数值对应的菌体浓度为检测灵敏度。
1.2.5 抗体纯化
取10 mL兔血清用ProteinA 亲和层析柱进行抗体纯化，并进行SDS-PAGE分析其纯度。
1.2.6 抗体标记
取6 mg抗体，用0.01 mol·L−1 PBS（pH7.4）透析，再用 0.1 mol·L−1 NaHCO3（pH9.5）调 pH 值至9.0，然后加入 FITC 混匀，避光反应 2 h，12 000 r·min−1高速离心5 min去除变性蛋白，用 Sephadex G-25 分离除去游离 FITC 并脱盐，监测回收第一峰即为 IgG-FITC 复合物。离心浓缩并冻干，使用0.01 mol·L−1PBS（pH7.4）缓冲液（含 1 %BSA，50 %甘油，0.03 %Proclin300）调整含量至2 mg·mL−1，500 μL·管−1分装。−20 ℃避光保存，避免反复冻融。
1.2.7 病原菌体内示踪研究
菌株RsB1151018NA划线接种BHI平板，30 ℃培养24 h，以无菌生理盐水洗下菌苔制备菌悬液母液，平板活菌计数法计数。以无菌生理盐水稀释菌悬液母液至107 CFU·mL−1，背部皮下注射10只健康棘胸蛙，注射剂量为0.5 mL·只−1。试验持续3 d，其间水温保持18.5±1.0 ℃。于人工感染后的6、12、24、36、48、60、72 h，随机抽取试验蛙3只制备检测样本：无菌解剖试验蛙，分别取背部肌肉、肝脏、肾脏、脾脏、肠道、心脏、血液、眼、脑等器官组织，常规冷冻切片，用异硫氰酸荧光素（FITC）标记的兔抗脑膜脓毒伊丽莎白菌多克隆抗体与样本反应1 h，荧光显微镜观察。每个标本观察5个视野，以5个视野菌体数量平均值的对数绘制各器官组织中菌体数量动态变化曲线。
2. 结果与分析
2.1 抗体效价测定
抗体效价测定结果见表2，结果显示，兔抗多克隆抗体血清的效价达1∶5.12×105以上。
表 2 兔抗多克隆抗体血清效价分析Table 2. Titer of polyclonal antibody against Em样品 Samples OD450 结果判定 Result 空白血清 0.1919 NC 1∶500 2.968 + 1∶2000 2.907 + 1∶8000 2.889 + 1∶32000 2.885 + 1∶128000 2.547 + 1∶512000 1.201 + 1∶2048000 0.36 − 注：NC，阴性对照，“+”表示阳性，“−”表示阴性，S/N≥2.1为阳性。
Note：“NC”indicates negative control, “+” indicates positive,“−” indicates negative, S/N≥2.1 represent for positive.2.2 ELISA条件优化
经方阵滴定法确定，抗原最适包被含量为1×107 CFU·mL−1，在加盖恒温箱中37 ℃包被过夜，用1%BSA封闭液封闭1.5 h；多克隆抗体最适含量为1∶8×103（0.5 μg·mL−1），37 ℃作用1 h；羊抗兔IgG-HRP最佳含量为1∶104，37 ℃加盖恒温箱中反应，时间45 min。
2.3 检测灵敏度分析
兔多克隆抗体检测抗原RsB1151018NA灵敏度分析结果见表3，结果表明，所制备的兔多克隆抗体对抗原RsB1151018NA的检测灵敏度是1×104 CFU·mL−1。
表 3 兔多抗检测灵敏度分析Table 3. Sensitivity of indirect ELISA assay in detecting RsB1151018NA包被含量
Coating concentration/CFU·mL−1P/N 结果判定
Result阴性对照 1 − 1×108 42.1 + 1×107 18.2 + 1×106 7.58 + 1×105 5.06 + 1×104 3.38 + 1×103 1.66 − 注：“+”表示阳性，“−”表示阴性。
Note: +: positive; −: negative.2.4 抗体纯化
抗体纯化效果见图1～2，纯化后的抗体仅出现50 kD和25 kD的条带，与IgG蛋白电泳图谱相符，表明抗体得到了有效纯化。
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图 1 兔抗血清亲和层析纯化图谱Figure 1. Chromatography of polyclonal antibody purified by protein A affinity method![]()
图 2 兔抗血清纯化效果分析注：1：蛋白marker 2：纯化抗体。Figure 2. SDS-PAGE analysis on purified polyclonal antibodyNote: Lane l: protein marker; Lane 2: purified polyclonal antibodies.抗体纯化后抗体的效价分析结果见表4，结果表明，经纯化的多克隆抗体效价为1∶1.6×104。
表 4 纯化后抗体效价分析测定Table 4. Titer of purified polyclonal antibody against Em样品 Samples OD450 结果判定 Result 1︰500 2.779 + 1︰1 000 2.284 + 1︰2 000 1.963 + 1︰4 000 1.482 + 1︰8 000 1.067 + 1︰16 000 0.643 + 1︰32 000 0.415 − 空白血清 0.268 NC 注：NC，阴性对照，“+”表示阳性，“−”表示阴性，S/N≥2.1为阳性。
Note: NC: negative control; +: positive; −: negative; S/N≥2.1 indicates positive.2.5 抗体特异性分析
间接ELISA法分析兔多克隆抗体的检测特异性结果见表5，结果表明，兔多克隆抗体与脑膜脓毒性伊丽莎白菌RsB1151018NA及LCCiL90625NA-C的检测结果为阳性，与其他细菌的检测结果为阴性，因此，制备的兔多克隆抗体可特异性检测脑膜脓毒性伊丽莎白菌。
表 5 多克隆抗体检测特异性分析Table 5. Specificity of polyclonal antibody against RsB1151018NA菌株
Strain细菌种类
Bacterial speciesOD450 nm 判定结果
ResultRsB11518018NA 脑膜脓毒性伊丽莎白菌
E.meningosepticum0.362 + LCCiL90625NA-C 脑膜脓毒性伊丽莎白菌
E. meningosepticum0.335 + ATCC13525 荧光假单胞菌
Pesudomonas fluorescens0.197 − ATCC9027 铜绿假单胞菌
P. aeruginosa0.192 − ML316 嗜水气单胞菌Aeromonas hydrophila 0.186 − Ah0081 嗜水气单胞菌
A. hydrophila0.185 − Ac60324 豚鼠气单胞菌
A. caviae0.187 − 96-5 温和气单胞菌
A. sobria0.190 − Fp60325NA 温和气单胞菌
A. sobria0.193 − LCCiL90625NA 类志贺邻单胞菌
Plesiomonas shigelloides0.187 − ATCC17802 副溶血弧菌
Vibrio parahaemolyticus0.194 − FJ04-L1 创伤弧菌
V. vulnificus0.189 − Js60517NA1 溶藻弧菌
V. alginolyticus0.195 − AL60306NA1 迟缓爱德华氏菌
Edwardsiella tarda0.208 − 阴性对照 5% 脱脂奶粉
5%dried separated milk0.106 NC 注：“+”表示阳性，“−”表示阴性
Note: +: positive; −: negative.2.6 抗体标记
标记后抗体纯化图谱见图3，纯化后抗体效价测定见表6，结果表明：抗体经过标记且纯化后的效价可达到1∶1.6×103。
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图 3 Sephadex G-25脱盐柱纯化FITC标记抗体Figure 3. Purification of IgG-FITC-marked antibodies with desalting column Sephadex G-25表 6 FITC标记抗体效价测定Table 6. Titer of purified IgG-FITC antibodies against Em样品 Samples OD450 结果判定 Result 1∶50 2.287 + 1∶100 1.906 + 1∶200 1.617 + 1∶400 1.225 + 1∶800 0.781 + 1∶1600 0.567 + 1∶3200 0.342 − 空白血清 Blank serum 0.191 NC 注：NC，阴性对照，“+”表示阳性，“−”表示阴性，S/N≥2.1为阳性。
Note: NC: negative control; +: positive; −: negative; S/N≥2.1 indicates positive.2.7 病原菌体内示踪研究
试验菌株RsB1151018NA不同时间段在蛙体不同组织器官的分布详见表7、图4～5。试验结果显示：（1）前12 h内，RsB1151018NA在肌肉中含量最高，24 h后，在肾脏中含量最高，48 h后则是脑部含量最高，一直维持至72 h试验结束；（2）肌肉、心脏中的菌体含量随试验时间推移逐渐减少，肌肉至60 h后、心脏至72 h后即无法观测到菌体存在；血液在试验期间菌数含量无明显变化；肝脏、肾脏、脾脏则表现出先增加后逐步减少的趋势；肠道自24 h开始观察到菌体后，一直到试验结束，菌数均维持在相对稳定的水平；眼、脑则自12 h观测到菌体后，一直到试验结束，菌数呈现出随时间推移逐渐增多的趋势；（3）试验期间，部分脏器菌数的达峰时间分别为：肌肉、心脏6 h，肝脏48 h，肾脏、脾脏和肠道36 h。
表 7 RsB1151018NA体内示踪结果Table 7. In vivo tracing of RsB1151018NA in frog时间
Time/h菌数对数（lgN） 肌肉
Muscle血液
Blood肝脏
Liver肾脏
Kidney脾脏
Spleen心脏
Heart肠道
Intestinal眼
Eye脑
Brain6 1.18 0.89 0.41 0.62 0.00 0.66 0.00 0.00 0.00 12 1.08 0.85 0.51 0.93 0.26 0.64 0.00 0.00 0.00 24 0.92 0.83 0.68 1.20 0.41 0.56 0.56 0.41 0.56 36 0.83 0.91 0.75 1.23 0.53 0.45 0.64 0.58 0.83 48 0.41 0.88 0.81 1.16 0.51 0.30 0.51 0.68 0.92 60 0.00 0.83 0.53 0.82 0.45 0.48 0.48 0.72 0.89 72 0.00 0.81 0.30 0.38 0.00 0.00 0.48 0.78 0.90 试验结果说明：RsB1151018NA在棘胸蛙体内随血液循环而分布至全身，可侵袭肌肉、肝脏、肾脏、脾脏、肠道、心脏、眼和脑等组织器官，肾脏、眼和脑感染程度最严重，推测这三个组织器官是其靶器官。
3. 讨论
制备病原体的抗体，进行免疫学检测已成为水产动物病原检测的一个重要手段，间接ELISA技术应用于其他水产病害方面的报道很多，国内外学者已对嗜水气单胞菌、鳗弧菌、溶藻弧菌和副溶血弧菌等水产养殖重要致病菌建立了行之有效的快速检测手段[19-28]，但是用于检测棘胸蛙脑膜脓毒性伊丽莎白菌的有效方法尚待深入探讨。
水产养殖动物细菌性病害的发生往往具有暴发性，快速检测病原、诊断病害将实现病害及时防治、降低损失，但传统的生理生化鉴定往往费时费力，影响病害的诊断及防治。酶联免疫吸附实验是酶免疫测定技术中应用最广的技术。其操作方法很多，对于检测抗原而言，主要有双抗体夹心法和间接法两种。由于EILSA敏感性高，操作简便，现已广泛用于多种病原体的抗原或抗体的检测。多抗血清因其检测制备周期短使用比较简单方便，检测的灵敏度较高，在水产类的细菌性疾病的诊断和流行病学调查中都发挥了重要作用。本研究制备兔抗棘胸蛙脑膜脓毒性伊丽莎白菌多克隆抗体，效价为1∶5.12×105，适用于后续研究；建立了间接ELISA检测方法，检测灵敏度为1.0×104 CFU·mL−1，由于该菌为条件致病菌，需达到一定浓度方可引起蛙发病，因此，本研究制备的抗体及检测方法能够满足条件致病菌在生产实际的检测、防治和预警的需要。该方法能检测到的病原菌，与弧菌科常见水产动物病原菌无交叉反应，在实际生产中对脑膜脓毒性伊丽莎白菌的检测具有较强的实际意义，并为脑膜脓毒性伊丽莎白菌商品化检测试剂盒的研制提供了理论依据和物质基础。
细菌对生物体的致病机理研究历来是病原菌研究的重点，对防治药物的研发和防治方法的确定具有重要的意义。对于脑膜脓毒性伊丽莎白菌的致病机理，目前主要集中于人类[35-36]，至于该菌对蛙类的致病机理，国内外则鲜见研究与报道。本文尝试通过对脑膜脓毒性伊丽莎白菌在棘胸蛙体内的示踪研究，掌握其在蛙体内各脏器间的迁移规律，试验结果提示，脑膜脓毒性伊丽莎白菌在棘胸蛙体内随血液循环而分布至全身各脏器组织，其靶器官为棘胸蛙的肾脏、眼和脑部，这与感染脑膜脓毒性伊丽莎白菌后病蛙主要症状表现为歪头、白内障、活动失衡等相符合。
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图 1 引物及探针所在S基因保守区域
Figure 1. Conserved region of S gene in which primers and probes are located
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图 2 PEDV S 基因PCR扩增
M：DL2000 Marker；1～4：PEDV S 基因扩增；5：阴性对照。
Figure 2. PCR amplification of PEDV S gene
M: DL2000 marker; 1–4: PEDV S gene amplification; 5: negative control.
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图 3 荧光型RT-RAA引物筛选
1：F3/R3；2：F3/R2；3：F1/R1；4：F2/R3；5：F3/R1；6：F1/R2；7：F2/R2；8：F1/R3；9：F2/R1；10：阴性对照。
Figure 3. Screening primers for fluorescence RT-RAA
1: F3/R3; 2: F3/R2; 3: F1/R1; 4: F2/R3; 5: F3/R1; 6: F1/R2; 7: F2/R2; 8: F1/R3; 9: F2/R1; 10: negative control.
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图 4 荧光型RT-RAA反应温度的筛选
1～3分别为42、39和37 ℃。
Figure 4. Selection of reaction temperature for fluorescent RT-RAA
1–3: 42, 39, and 37 °C, respectively.
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图 5 荧光型RT-RAA反应时间的筛选
1～3分别为反应20、25、17 min。
Figure 5. Selection of reaction time for fluorescent RT-RAA
1–3: 20, 25, and 17 min reaction time.
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图 6 荧光型RT-RAA特异性试验
1：PEDV-S；2～8：TGEV、CSFV、PRV、PCV、PRRSV、PoRV、阴性对照。
Figure 6. Specificity of fluorescent RT-RAA
1: PEDV-S; 2–8: TGEV, CSFV, PRV, PCV, PRRSV, PoRV, and negative control, respectively.
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图 7 荧光型RT-RAA的重复性检测
1～3：1×105拷贝·μL−1；4～6：1×103拷贝·μL−1；7～9：1×102拷贝·μL−1。
Figure 7. Repeatability of fluorescent RT-RAA
1–3: 1×105 copies·μL−1; 4–6: 1×103 copies·μL−1; 7–9: 1×102 copies·μL−1.
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图 8 荧光型RT-RAA敏感性试验
1～7：标准质粒依次为106～100 拷贝·μL−1；8：阴性对照。
Figure 8. Sensitivity of fluorescence RT-RAA
1–7: standard plasmid at 106–100 copies·μL−1; 8: negative control.
表 1 疑似猪流行性腹泻病料收集的来源信息
Table 1 Information source and collection of suspected porcine epidemic diarrhea specimens
地区
Region样本数（份）/来源猪场（个）
Samples/Farms宁德 Ningde 5/2 三明 Sanming 6/2 龙岩 Longyan 10/6 漳州 Zhangzhou 8/3 莆田 Putian 11/6 合计 Total 40/19 
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表 2 引物和探针
Table 2 Primers and probes
名称
Name序列（5′-3′）
SequencePEDV S-DF AAATCTGGCAGTATTGGCTAC PEDV S-DR ATCGGCTGAAAGAATGTCC PEDV S-F1 TATTCCCACCAACTTTAGTATGAGTATTAG PEDV S-F2 GTATTCCCACCAACTTTAGTATGAGTATTA PEDV S-F3 AGTATTCCCACCAACTTTAGTATGAGTATT PEDV S-R1 TAATGCTGACTCTATGGTCTTACATGCTGC PEDV S-R2 GTTGTAATGCTGACTCTATGGTCTTACATG PEDV S-R3 TGTAATGCTGACTCTATGGTCTTACATGCT PEDV S-P GACAGAATATTTACAGCTTTACAACACGCC(i6FAMdT)(THF)(iBHQ1dT)TAGTGTTGATTGTGC-C3spacer
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表 3 临床样本的检测
Table 3 Detection on clinical samples
方法
Method阳性样品
Number of
positives/份阴性样品
Number of
negatives/份总数
Total/份阳性率
Positivity
rate/%RT-RAA 3 37 40 7.5 RT-qPCR 3 37 40 7.5
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1. 杨敏馨. 低蛋白日粮对猪肉品质影响的研究进展. 福建畜牧兽医. 2022(06): 41-43 . 
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