银耳Tremella fuciformis Berk.，又名白木耳、雪耳，在分类学上隶属于真菌门Eumyeota、担子菌纲Basidiomyeetes、异隔担子菌亚纲Heterobasidiae、银耳目Tremellales、银耳科Tremellaeeae、银耳属Tremella^[1-2]，有“菌中之冠”的美称^[3]。银耳味甘、淡、性平、无毒，含有丰富的碳水化合物、蛋白质、维生素以及微量元素等营养成分^[4]。银耳不但有补脾开胃的功效，能起到很好的滋阴润肺以及清肠的作用，而且能提高人体的免疫力和肿瘤患者对化疗的耐受能力^[5-9]。

我国是银耳的主要生产国和出口国，销售现阶段还是以干制品为主^[10]，在世界银耳生产领域处于一枝独秀的重要地位。但是新采摘的银耳通常需要经过清水浸泡，再进行烘干，过程中会造成不同程度的营养物质损失，从而造成菇农的经济损失^[11-12]。迄今未见关于银耳干燥前浸泡过程中银耳损失情况的研究。本研究通过设置不同的浸泡时间，探究银耳在浸泡过程中干物质流失情况以及对流失成分进行分析，以期提出更加合理的银耳浸泡时间，尽可能地减少银耳浸泡过程中的营养流失，为在银耳干品制备过程中降低损失提供一定的理论依据。

1.   材料与方法

1.1   材料与试剂

银耳：福建省祥云生物科技发展有限公司；牛血清蛋白：翊圣生物；熊果酸：北京荣宝科技有限公司；香草醛：西格玛奥德里奇贸易有限公司；浓硫酸：兰溪旭日化工有限公司；葡萄糖、无水乙醇(分析纯)：国药集团化学试剂有限公司。

1.2   主要仪器

紫外可见分光光度计(UV-1601)：北京瑞利分析仪器公司；自动凯氏定氮仪(ATN-1100)：上海洪纪仪器设备有限公司。

1.3   试验方法

1.3.1   浸泡时间对银耳干物质流失率的影响

取新鲜银耳40朵均分成4组，分别进行未经浸泡、浸泡1 min、浸泡1 h和浸泡2 h处理，再烘干，由此计算出每组银耳干物质流失率。

式中：X表示流失率(%)；M表示未经过浸泡组的银耳烘干前总重量(g)；M₁表示未经过浸泡组的银耳烘干后的总重量(g)；M₂表示经过浸泡的银耳烘干前总重量(g)；M₃表示经过浸泡的银耳烘干后的总重量(g)。

1.3.2   银耳浸泡液中不同成分含量的测定

取5朵形状相似、重量相近的新鲜银耳，将每朵分成3块，每块称重后分别随机放入烧杯中，按照料液比1:10的比例加入蒸馏水。设置银耳浸泡时间为：5、10、15、25、30、40、45、50、60、90、120 min，浸泡相应时间后得上清液，抽滤，样液备用。每个试验重复3次。

(1) 多糖测定：采用苯酚-硫酸法，绘制标准曲线^[13]。称取葡萄糖标准品10 g于烧杯中，加蒸馏水溶解后定溶于100 mL容量瓶中，得到葡萄糖标准液100 μg·mL^-1。吸取葡萄糖标准溶液0、0.2、0.4、0.6、0.8、1.0 mL，置于带塞试管中，补充蒸馏水到最终体积为2 mL，振荡摇匀，分别加入配制好的0.06 g·mL^-1苯酚溶液1 mL，摇匀，迅速滴加浓硫酸5 mL，摇匀静止30 min，于490 nm波长处测定吸光值。以葡萄糖含量为横坐标，吸光值为纵坐标，绘制标准曲线，得线性回归方程y=0.076x-0.0542，R²=0.9987。银耳多糖按照上述方法测定吸光度，计算多糖含量。

式中：X表示银耳中多糖的含量(mg·g^-1)；m表示从标准曲线中查得的多糖的质量(mg)；M表示样品的质量(g)；V₁表示样品提取液的体积(mL)；V₂表示沉淀粗多糖所用样品提取液的体积(mL)；V₃表示粗多糖总体积(mL)；V₄表示沉淀葡萄糖所用粗多糖溶液的体积(mL)；V₅表示样品测定液的体积(mL)；V₆表示测定样品测定液的体积(mL)。

(2) 粗蛋白的测定：采用考马斯亮蓝法进行蛋白质含量的测定^[14]。称取10 mg牛血清蛋白标准品，溶解定容到容量瓶中，作为标准液备用。吸取0、0.1、0.2、0.3、0.4、0.5、0.6 mL标准溶液于7支10 mL干燥试管中，分别加入蒸馏水至1 mL，再加入显色剂5 mL，摇匀，室温静置5 min后，以空白溶液为参比对照，在595 nm波长下测定吸光度。以标准品的含量(mg)为横坐标，吸光度为纵坐标绘制标准曲线，求得回归方程为y=0.063x+0.0497，R²=0.9980。提取液中蛋白质含量由回归方程计算可得。

式中：X表示提取液中蛋白质的含量(mg·g^-1)；m表示查得的蛋白质(mg)；M表示试样质量(g)；V表示提取液总体积(mL)；V′表示测定时提取液体积(mL)。

(3) 总三萜的测定：取100 mg熊果酸标准品用甲醇溶液定容至500 mL。吸取熊果酸标准品溶液0、0.1、0.2、0.3、0.4、0.5 mL到6根具塞试管中，分别加入甲醇补充至0.5 mL。60℃水浴蒸干后，分别加入0.4 mL的5%香草醛-冰醋酸(现配现用)和1 mL的高氯酸，摇匀后，60℃水浴15 min。待冷却至室温，再加入5 mL的冰醋酸，摇匀后经室温静置0.5 h，在波长为546 nm的条件下进行吸光度检测^[15]。以熊果酸含量为横坐标，吸光值为纵坐标，得到线性回归方程为y=1.783x+0.0489，R²=0.9935。通过标准曲线算出各样品中三萜的含量。

式中：X表示样品中三萜的含量(mg·g^-1)；A₁表示样品测定中比色相当于熊果酸的量(μg)；V₁表示样品测定液体积(mL)；m表示样品质量(g)；V₂表示测定用样品测定液的体积(mL)。

(4) 粗脂肪的测定：称取10 g液体样品置于50 mL大试管中，加入10 mL盐酸溶液。而后，将加入样品的试管置于70℃水浴锅中，每隔10 min，搅拌1次，直到试管中的试样消化完全为止。取出消化完全的试管，加入10 mL乙醇溶液，充分混合。冷却后将试管中的混合物倒入100 mL具塞试管中，用25 mL乙醚分次清洗试管，将清洗液一起倒入具塞试管，振摇1 min，打开试管塞，释放管内气体，复塞，静置12 min后打开试管塞，用石油醚-乙醚的等量混合液冲洗试管塞以及试管口附着的脂肪。再静置15 min，待上层液体清晰后，吸取上清液到干燥并称量的锥形瓶中，置于水浴锅上蒸干，放在(100±5)℃的烘干箱中干燥2 h，直至烘干至恒量^[16]。

式中：X表示样品中三萜的含量(mg·g^-1)；m₁表示锥形瓶和粗脂肪的质量(mg)；m₀表示锥形瓶的质量(mg)；m表示样品的质量(g)。

2.   结果与分析

2.1   干物质流失分析

不同浸泡时间下，各组银耳的干物质流失率有所不同。由图 1可知，未经浸泡和浸泡1 min的银耳干物质流失率分别为0和2.05%，两者不存在显著性差异(P>0.05)，而浸泡1 h和浸泡2 h的干物质流失率分别为7.68%和8.18%，两者之间也不存在显著性差异(P>0.05)。但浸泡1 h和浸泡2 h对于未经浸泡和浸泡1 min之间都存在极显著差异(P < 0.01)。说明，在浸泡1 h后，银耳的干物质流失较为严重。

图  1  不同浸泡时间下各组银耳的干物质流失情况

注：1~4组分别表示未经浸泡组、浸泡1 min组、浸泡1 h组和浸泡2 h组的银耳。用LSD法进行多重比较，同一曲线标有不同大小写字母，小写字母表示组间差异显著(P<0.05)，大写字母表示组间差异极显著(P < 0.01)，反之不显著。图 3~6同。

Figure  1.  Losses of dry matters in T. fuciformis soaked for varied time durations

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图  3  不同浸泡时间下银耳中多糖析出比例情况

Figure  3.  Leaching of polysaccharides in T. fuciformis soaked for varied time durations

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图  4  不同浸泡时间下银耳中粗蛋白的析出比例情况

Figure  4.  Leaching of crude protein in T. fuciformis soaked for varied time durations

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图  5  不同浸泡时间下银耳中三萜的析出比例情况

Figure  5.  Leaching of triterpene in T. fuciformis soaked for varied time durations

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图  6  不同浸泡时间下银耳中粗脂肪的析出比例情况

Figure  6.  Leaching of crude fat in T. fuciformis soaked for varied time durations

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2.2   银耳烘干前后的表观比较

银耳经过不同浸泡时间处理后，烘干后的银耳表观比较见图 2。从图中可以看出，银耳在烘干前后的颜色发生了较为明显的变化。烘干前，银耳的颜色大致为浅黄色，而烘干后，浅黄色变为金黄色。其中，未经浸泡的银耳烘干后的颜色比经过浸泡的颜色深，出现焦黄的颜色，未经浸泡的银耳烘干后的颜色鲜艳。同时未经浸泡的银耳烘干后，银耳子实体耳片较为减缩，整朵银耳呈现皱缩焦黄的状态。而经过浸泡的银耳烘干后，子实体耳片相对更加的展开，银耳朵型相对更大，外观更为美观。且从图 2可以看出来，在浸泡1 h以后(包括1 h)，银耳的外观相对于其他两组更美观。

图  2  不同浸泡时间处理下银耳烘干的前后比较

注：1~4组分别表示未经浸泡组、浸泡1 min组、浸泡1 h组和浸泡2 h组的银耳。

Figure  2.  Photos of T. fuciformis soaked for varied time durations before and after dehydration

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2.3   不同浸泡时间对银耳浸出液中多糖的影响

银耳经过不同浸泡时间处理后，银耳多糖的析出情况见图 3。随着浸泡时间的增加，多糖的析出量也随之增加。浸泡2 h的银耳多糖析出率最高，达到(2.7128±0.7427)mg·g^-1，而浸泡5 min的银耳多糖析出率最低，只有(1.0926±0.1270)mg·g^-1。其中，浸泡2 h的多糖析出量与浸泡时间≤1 h各组之间均存在极显著差异(P < 0.01)，与浸泡1.5 h之间存在显著差异(P < 0.05)。而浸泡1.5 h与浸泡5 min的存在极显著差异(P < 0.01)，与浸泡时间≤1h各组(除去浸泡5 min组)之间不存在显著差异(P>0.05)。且在浸泡1.5 h后，多糖的析出量出现了明显的增加，可见以浸泡时间1.5 h为分界线，浸泡时间 < 1.5 h时，多糖的析出呈现增加趋势，但增长趋势不明显，而当浸泡时间>1.5 h，多糖的析出呈现了明显的增长趋势，损失现象较为严重。

2.4   不同浸泡时间对银耳浸出液中粗蛋白的影响

银耳经过不同浸泡时间处理后，粗蛋白的析出情况见图 4。随着浸泡时间的增加，粗蛋白的析出量也随之增加。经浸泡2 h的银耳粗蛋白析出率最高，达到(0.0063±0.0011)mg·g^-1，而浸泡5 min的析出率最低，达到(0.0027±0.0012)mg·g^-1。其中，浸泡时间为0.5~2.0 h不存在极显著差异(P >0.05)，浸泡2 h与浸泡时间≤30 min各组之间均存在极显著差异(P < 0.01)。在浸泡2 h后，粗蛋白的析出相对于30 min之前已有了明显的增加，流失较为严重。

2.5   不同浸泡时间对银耳浸出液中总三萜的影响

不同浸泡时间下每克银耳的三萜析出情况见图 5，在浸泡时间5~45 min，未检测到三萜析出，可能是仪器的限量。在浸泡50 min后，出现三萜的析出，但浸泡50~120 min的三萜析出波动不大，趋于稳定。表明，在银耳的浸泡过程中，在浸泡50 min后会出现三萜的析出，且随着浸泡时间的增加，三萜的析出量几乎趋于稳定。不同浸泡时间下银耳的三萜析出值均未超过0.01 mg·g^-1。

2.6   不同浸泡时间对银耳浸出液中粗脂肪的影响

不同浸泡时间下每克银耳的粗脂肪析出情况见图 6。随着浸泡时间的增加，粗脂肪的析出量也随之增加。经浸泡2 h的银耳粗脂肪析出率最高，达到(0.1632±0.0421)mg·g^-1，而浸泡5 min的析出率最低，只有(0.0896±0.0196)mg·g^-1。其中，浸泡时间≤1 h的各组间，粗脂肪的析出比例之间不存在显著差异(P>0.05)，浸泡1.5 h与浸泡时间 < 1 h的各组间均存在显著性差异(P < 0.05)，而浸泡1.5 h和浸泡2 h不存在显著差异(P>0.05)。可见，银耳粗脂肪在浸泡1.5 h后已开始产生严重流失。

3.   讨论与结论

银耳采摘后，经浸泡、漂洗再进行烘干，浸泡的主要目的是洗去杂质，并让银耳耳片舒展，但是对于浸泡时间、浸泡过程中造成的哪些成分的流失均未曾明晰。本研究对经浸泡处理的银耳干物质流失率进行分析，发现浸泡1 h及以后干物质流失较严重。经浸泡后的银耳烘干后，菇朵色泽、大小以及子实体的展开程度等较未经浸泡的银耳更为美观，且经浸泡1 h的银耳烘干后的外形保持的最好。

对银耳浸泡液过程中不同营养成分的测定分析可知，随着浸泡时间的增加，银耳多糖、粗蛋白、总三萜以及粗脂肪均产生了不同程度的流失。浸泡2 h，多糖、粗蛋白、总三萜以及粗脂肪的流失都达到了最大值，分别为(2.7128±0.7427)、(0.0063±0.0011)、(0.0063±0.011)、(0.1632±0.0421)mg·g^-1。并且多糖流失在浸泡1.5 h后较为严重；粗蛋白的流失在浸泡2 h时便较为严重；而总三萜流失约在浸泡50 min的时候发生；粗脂肪流失在浸泡1.5 h时就较为严重。综上所述，在烘干前的银耳的浸泡工艺中，将浸泡时间控制在1.0~1.5 h，能最大程度减少银耳浸泡过程中的营养流失，保持较好外观。从浸泡液成分来看，银耳流失的主要成分为多糖，这从理论上解释了银耳浸泡前后的黏性差异。